des scientifiques ont développé un test basé sur la technologie CRISPR-Cas9

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Dans une récente correspondance publiée dans le Journal médical de la Nouvelle-Angleterre (NEJM), des scientifiques expliquent comment ils ont détecté le SARS-CoV-2 dans des échantillons de patients grâce à des tests qui utilisent la technologie CRISPR-Cas9.

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Décidément, le SRAS-CoV-2 ne supporte pas qu’on lui vole la vedette. Cette première semaine d’octobre, comme chaque année, c’est la remise des prix Nobel. Les médias parlent donc un peu moins du virus, même si l ‘épidémie reste globalement le centre d’attention. Dès lors, le SARS-CoV-2 s’est senti le devoir de faire parler de lui en s’associant dans une correspondance à la technologie CRISPR-Cas9 (Répétitions palindromiques courtes régulièrement intercalées en grappes, protéines associées 9 ou répétitions palindromiques courtoisie espacées associées associées à la protéine 9). Les pionnières de cette technologie, Emmanuelle Charpentier et Jennifer Doudna ont reçu le prix Nobel de chimie, ce mercredi, pour la découverte des ciseaux génétiques CRISPR-Cas9.

Un test simplifié, plus rapide que la RT-qPCR

Les auteurs de cette correspondance envoyée au NEJM rappellent, au début de leur papier, que les tests de diagnostique sur CRISPR réaliser collectivement une plateforme naissante pour la détection des pathogènes viraux et bactériens. Le problème étant que ces méthodes sont généralement plus complexes à mettre en œuvre car elles requièrent une étape d’extraction d ‘ARN et plusieurs étapes où des liquides sont manipulés, ce qui accroît le risque de contaminer les échantillons testés.

Dans cette lettre courte, les scientifiques décrivent le développement d’un tel test simplifié. Il porte le nom de STOP pour Sherlock (verser déverrouillage enzymatique spécifique à haute sensibilité ou déverrouillage enzymatique spécifique à haute sensibilité) test dans un pot (test dans un pot). Il permet de réaliser dans le même temps l’extraction, l’amplification et la détection via Cas9 de l’ARN viral. Ce test utilise une technique baptisée LAMP (pour Amplification isotherme à médiation par boucle ou amplification isotherme médiée par boucle) « qui permet de garder une température stable tout au long de l’amplification à l’inverse de la PCR où les températures varient à chaque étape. On perd beaucoup de temps à chauffer puis à refroidir entre les différentes étapes à réaliser une PCR », détaille Damien Ferhadian, postdoctorant fr biologie moléculaire au Institut national de la santé.

Les expérimentateurs couplent cette technique avec un autre outil à leur disposition: une méthode de purification par billes magnétiques. « Cette méthode est assez simple à comprendre. L’échantillon est placé dans un tampon de lyse. Ce sont des molécules qui permettent de détruire des éléments organiques, comme des liaisons cellulaires. Comme exemple assez simple de lyse, sur une eau: l ‘hydrolyser est la décomposition chimique d’un corps par la fixation de l’eau sur ce dernier. La cellule va donc être fractionnée et elle va libérer ces acides nucléiques. De là, les billes, qui sont recouvertes d’un réactif spécifique souvent gardé secret par le fabricant, vont venir capter le matériel génétique recherché. Au final, il suffit d’utiliser un aimant pour retenir les billes et jeter le liquide qui ne nous sert plus à rien », nous explique Damien.

Après plusieurs tests en laboratoires et deux versions développées du test, il semblerait que la sensibilité, la spécificité et les limites soient presque aussi bonnes que les tests classiques RT-qPCR (sensibilité de 93,1% et spécificité de 98,5%). Les échantillons positifs peuvent être détectés entre 15 et 45 minutes de temps grâce à cette méthode, ce qui serait un avantage crucial dans le cours au test. « Il faut environ trois heures pour réaliser un test PCR. Si les résultats qu’on peut obtenir avec la technique proposée dans cette correspondance sont fiables, le gain de temps réalisé est considérable et c’est donc très avantageux », sur Damien.

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